Современные методы стерилизации инструментов с оптикой: Стерилизация оптических приборов

Содержание

Стерилизация оптических приборов

Для этого используется:

стерилизация окисью этилена при концентрации газа 555 мг/л в течение 16-16 часов;
стерилизация в формалиновой камере, на дно которой кладут таблетки формальдегида, в течение 48 часов.

При стерилизации фиброгастроскопов, холедохоскопов, колоноскопов применяется замачивание в 2% р-ре глютарового альдегида (активатор) и гипохлорида натрия (ингибитор коррозии) в течение 45-180 минут.

Стерилизация перевязочного материала и белья

Перевязочный материал и белье стерилизуют в автоклаве при давлении 2 атм. (132,9 ⁰С.) в течение 20 минут.

Белье и материал стерилизуются в биксах или матерчатых двухслойных мешках.

Существуют 3 вида укладки бикса:

Универсальная — в бикс или матерчатый комплект закладывают разный материал: шарики, салфетки, вату, халаты, тампоны и т. п. В этих случаях бикс делят на секторы, в каждом из которых находится тот или иной материал. Такая укладка применяется в хирургических отделениях с небольшим объемом работы.
Специализированная — в каждый из биксов укладывают один вид материала (халаты, салфетки и т.п.). Применяется в хирургических отделениях с большим объемом работы.
Целенаправленная — в бикс укладывается материал, который может потребоваться для определенного оперативного вмешательства.

Допустимый срок сохранения материала после стерилизации в биксах — 3 суток; в мешках — 24 часа.

Стерилизация перчаток

Предстерилизационная подготовка: перчатки моют проточной водой, а затем замачивают в растворе А (пергидроль — 20,0; ПАВ «Астра» — 5,0; вода — 975 мл.).

В настоящее время применяются следующие способы стерилизации перчаток:

Лучевая стерилизация – применяется в промышленных условиях. Основной метод стерилизации одноразовых перчаток.
Автоклавирование при давлении 1,1 атм. в течение 45 минут — при многократном использовании перчаток.
Кипячение в воде (без добавления соды) в течение 15 минут. Следует отметить, что этот способ применяется редко. Резиновые изделия быстро портятся.
Холодная стерилизация в 6 % растворе перекиси водорода, 0,5 % растворе детергента в течение 3-х часов при температуре 50 ⁰С.
Химическая стерилизация в автоматических газовых стерилизаторах при концентрации окиси этилена 555 мг./л в течение 4-х часов.

В экстренных случаях для стерилизации перчаток используется обработка в течение 5 минут тампоном, смоченным 96 % спиртом.

Для поддержания стерильности по ходу операции перчатки обрабатывают 2.4 % первомуром и протирают 96 % этанолом.

Обработка рук хирурга

Одним из важнейших мероприятий по профилактике контактной инфекции является обработка (мытье) рук хирурга.

Предложено много методов для подготовки рук к операции. Все они могут быть разделены на две группы. В основу одной из них положена механическая очистка и дезинфекция, в основу других — только дубление кожи рук. Последние способы представляют исторический интерес и в настоящее время не применяются.

Основными способами обработки рук хирурга являются:

Метод Спасокукоцкого — Кочергина основан на растворении щелочным раствором аммиака жиров на поверхности и в порах кожи и вымывании вместе с ними бактерий. Предварительное мытье рук с мылом и щеткой не имеет достаточных оснований. Мыло в соединении с нашатырным спиртом образует нерастворимые калийные соли, которые закрывают поры кожи и препятствуют действию нашатырного спирта.

I этап — обычное обмывание рук с мылом в течение 1 минуты.

II этап — свежеприготовленный 0,5 % раствор нашатырного спирта наливают в два предварительно обожженных спиртом эмалированных тазика. Руки тщательно моют марлевой стерильной салфеткой или губкой в каждом тазике по 3 минуты, в первом тазике до локтя, во втором — только кисти и нижнюю часть предплечья.

III этап — осушивание рук стерильным полотенцем или салфеткой сначала кистей, потом предплечья;

IV этап — обработка рук 96 % этиловым спиртом (этанолом) в течение 5 минут, а затем ногтевых лож 5 % спиртовой настойкой йода.

Обработка рук дегмином и дегмицидом. Эти антисептики относятся к четвертичным аммониевым соединениям. Раствор антисептика заливают в емкость, в которую помещают стерильные губки. Руки обрабатывают 2 –мя губками по 3 минуты каждой, после чего высушивают стерильной марлевой салфеткой. Обработка рук 96 % этиловым спиртом или спиртовой настойкой йода не производится в связи с возможным дерматитом.

Обработка рук первомуром (раствором С-4).

Раствор С-4 готовят следующим образом: отмеренное количество перекиси водорода 33% (171 мл.) и 85% муравьиной кислоты (81 мл.) сливают в стеклянную колбу (вначале вливают перекись водорода, а затем муравьиную кислоту), встряхивают и ставят в холодильник на 90 минут. Это время необходимо для образования антисептического реагента — надмуравьиной кислоты, вызывающей образование тончайшей пленки на поверхности кожи, закрывающей поры и исключающей необходимость дубления. После этого содержимое рабочей смеси разводят дистиллированной водой — 10 литров. Раствор используется для обработки рук, а также операционного поля и может применяться в течение 1 суток (позднее обеззараживающий эффект теряется).

Раствор наливают в тазик, обеззараженный путем обжигания или протирания первомуром эмалированный. Руки предварительно моют с мылом в проточной воде 1 минуту (без щеток), осушивают полотенцем, а затем моют в растворе первомура в течение 1 минуты: 30 сек. до локтя и затем 30 сек. только кисти, после чего осушивают стерильной салфеткой в той же последовательности, как по методу Спасокукоцкого — Кочергина. Обработка 96 % этанолом и йодом не рекомендуется из-за возможного раздражения кожи рук. В одном тазике, не меняя раствора, могут вымыть руки 10 — 11 человек.

Недостатком метода является возможность развития дерматита на коже рук хирурга.

Обработка рук хлоргексидином биглюконатом (гибитаном). Используется 0,5% спиртовый раствор хлоргексидина. После предварительного мытья рук в проточной воде с мылом руки обрабатывают в тазике с 0,5% спиртовым раствором хлоргексидина в течение 3 минут. После осушивания стерильной салфеткой одевают резиновые перчатки.

Обработка АХД, АХД-специаль, евросептом. Препараты находятся в специальных флаконах, из которых при нажатии на определенный рычаг определенная доза антисептика выливается на руки хирурга, после чего производится обработка рук в течение 2-3 минут. Процедура выполняется дважды. Дополнительное высушивание и дубление не требуются.

Обработка рук церигелем. Церигель – пленкообразующий антисептик из группы детергентов. Методика: в течение 2-3-х минут церигель наносится на поверхность рук, при этом образуется пленка. Метод применяется в экстренных ситуациях, при выполнении кратковременных вмешательств и не требует одевания стерильных перчаток. В настоящее время применяется редко.

Обработка рук хирурга ультразвуком. Для быстрой обработки рук в последние годы сконструированы специальные аппараты с ультразвуковыми ваннами, в которых мытье и дезинфекция рук происходят в течение 1 минуты. Мытье осуществляется погружением рук в 0,05% водный раствор хлоргексидина, через который пропускают ультразвуковые волны, обеспечивающие» эффект мытья».

Обработка рук методом Бруна заключается в обработке 96 % этанолом в течение 10 минут. В настоящее время применяется редко.

Обработка рук растворами моющих средств ОП-7, «Новость», «Астра» используется при невозможности обработки рук с помощью других способов. Одну столовую ложку моющего средства растворяют в 3-х литрах теплой воды в эмалированном тазике, в котором моют руки в течение 3-х минут. После высушивания стерильной салфеткой руки протирают 96 % этанолом 3 минуты и надевают стерильные резиновые перчатки.

Стерилизация колющих, режущих и оптических инструментов — Студопедия.Нет

Стерилизация хирургических инструментов.

Обработка всех инструментов включает последовательное выполнение двух этапов: предстерилизационной обработки и собственно стерилизации. Способ стерилизации прежде всего зависит от вида инструментов.

Предстерилизационная подготовка.

Предстерилизационная подготовка складывается из обеззараживания, мытья и высушивания. Ей подвергают все виды инструментов. Вид и объём предстерилизационной обработки в недавнем прошлом зависел от степени

инфицированности инструментов. Так, раньше существенно отличалась обработка инструментов после чистых операций (перевязок), гнойных операций, операций у больных, перенесших гепатит и относимых к группе риска по СПИДу. Однако в настоящее время, учитывая высокую опасность распространения ВИЧ-инфекции, правила предстерилизационной подготовке ужесточены и приравнены к способам обработки инструментов,

предусматривающих безусловную гарантию уничтожения ВИЧ. Следует отметить, что инструменты после гнойных операций, операций у больных, перенесших в течение последних 5 лет гепатит, а также при риске ВИЧ-инфекции обрабатывают отдельно от других. Все процедуры предстерилизационной обработки обязательно выполняют в перчатках!

Обеззараживание (дезинфекция).

Непосредственно после использования инструменты погружают в ёмкость с дезинфицирующими средствами (накопитель). При этом они должны быть полностью погружены в раствор. В качестве дезинфицирующих средств используют 3% раствор хлорамина (экспозиция 40–60 мин) или 6% раствор перекиси водорода (экспозиция 90 мин). После обеззараживания инструменты промывают проточной водой.

Мытьё.

Инструменты погружают в специальный моющий (щелочной) раствор, в его состав входят моющее средство (стиральный порошок), пероксид водорода и вода. Температура раствора 50 – 60 “C, экспозиция 20 мин. После

26 замачивания инструменты моют щётками в том же растворе, а затем – в проточной воде.

Высушивание

можно осуществить естественным путём. В последнее время, особенно при последующей стерилизации горячим воздухом, инструменты сушат в сухожаровом шкафу при температуре 80° C

в течение 30 мин. После высушивания инструменты готовы к стерилизации.

Собственно стерилизация.

Выбор метода стерилизации в первую очередь зависит от вида хирургических инструментов.

Все хирургические инструменты можно условно разделить на три

группы:

Металлические

режущие: скальпель, ножницы, хирургические иглы и пр.,

нережущие: шприцы, иглы, зажимы, пинцеты, крючки и пр.

резиновые и пластмассовые: катетеры, зонды, дренажи, наконечники для клизм и пр.

оптические: лапароскоп, гастроскоп, холедохоскоп, цистоскоп и пр.

Проведение стерилизации режущих и колющих инструментов с помощью термических методов приводит к их затуплению и потере необходимых для хирурга свойств. Основным методом стерилизации режущих и колющих инструментов является химический способ с применением растворов антисептиков. Самым лучшими способами стерилизации являются газовая стерилизация (в озоново-воздушной камере) и особенно лучевая стерилизация в заводских условиях. Последний метод получил распространение при использовании одноразовых лезвий для скальпеля и хирургических игл.

Основным методом стерилизации оптических инструментов, требующих наиболее щадящей обработки с исключением нагревания, является газовая стерилизация. Этим способом обрабатываются все интсрументы для проведения лапароскопических и торакоспопических вмешательств. При стерилизации фиброгастроскопов, холедохоскопов, колоноскопов возможно применение и холодной стерилизации с использованием химических антисептиков ( этиловый спирт, хлоргексидин, сайдекс). Наилучшим способом профилактики контактной инфекции является использование одноразового инструментария, подвергшегося лучевой заводской стерилизации.

Стерилизация неколющих, нережущих инструментов, белья, перчаток, перевязочного материала.

Стерилизация нережущих инструментов(зажимы, пинцеты, зонды, пластинки, винты, стержни): основным методом является стерилизация горячим воздухом в сухожаровом шкафу или в автоклаве при стандартных режимах. Возможно также использование кипячения. кипячение в 2% растворе соды в течение 30 минут. Инструменты, загрязненные гноем, кипятят 45 мину. Инструменты после операции по поводу анаэробной инфекции и в группе риска по гепатиту кипятить не следует. Некоторые виды простых инструментов (пинцеты, зажимы, зонды и др.), предназначенные для одноразового использования могут стерилизоваться лучевым способом.

Стерилизация перчаток: автоклавирование. При многократной стерилизации резина теряет свою эластичность, трескается.(минус использования автоклава) Допустимо кипячение в течение 15 минут.

Для перчаток основной метод автоклавирование в щадящем режиме: после предстерилизационной обработки перчатки высушивают, пересыпают тальком (предупреждает слипание), заворачивают в марлю, укладывают в бикс и автоклавируют при 1,1 атм., в течение 30-40 минут или при 1,5 атм. – 15-20 минут.

В экстренных случаях хирург надевает перчатки и в течение 5 минут обрабатывает их шариком, смоченным 96% этиловым спиртом.

После надевания уже стерильных перчаток обычно их обрабатывают шариком со спиртом для снятия с поверхности талька.

Стерилизация перчаток осуществляется в паровом стерилизаторе, кипячением в дистиллированной воде или погружением в антисептический раствор. Перед стерилизацией для проверки целости перчатки надувают воздухом и погружают в воду. Выход пузырьков воздуха свидетельствует о наличии в перчатках отверстий. Такие перчатки подлежат замене.

Перед началом стерилизации перчатки пересыпают снаружи и изнутри тальком. В каждый палец вводят полоску марли. Перчатку перекладывают и завертывают марлей.

Стерилизация в автоклаве приводит к быстрой порче перчаток, потере ими эластичности. Поэтому целесообразнее перчатки кипятить в стерилизаторе в дистиллированной воде в течение 40 мин. Дно стерилизатора покрывают марлей, на которой перчатки должны лежать без перегибов. Для работы в перевязочной можно стерилизовать перчатки в растворе Синицына (борная кислота — 5 г, натрия карбонат — 75 г, формалин — 100 г, фенол — 16,5 г, дистиллированная вода — 5000 г) в течение 3 ч или в 2%-ном растворе хлорамина в течение 30 мин. Чтобы перчатки не всплывали, в них вкладывают груз.

Простерилизованные перчатки извлекают из раствора стерильным корнцангом, с обеих сторон протирают стерильным полотенцем, пересыпают стерильным тальком и хранят в стерильном биксе завернутыми в стерильную салфетку (полотенце). После операции, не снимая перчаток, их моют теплой проточной водой с мылом. Затем подвергают предстерилизационной очистке, дезинфекции и стерилизации в соответствии с требованиями стандарта и инструкции

Стерилизация белья и перевязочного материала:

Операционное белье – хирургические халаты, простыни, полотенца, подкладные. (Хлопчатобумажные ткани) После использования проходят стирку отдельно от других видов белья.

Перевязочный материал – готовят перед стерилизацией. Повторно не используется, сжигается.

Перевязочный материал и белье стерилизуют автоклавированием при стандартных режимах. Перед стерилизацией их укладывают в биксы. Существует три вида укладки в биксы:

1) Универсальная укладка: бикс условно разделается на секторы, и каждый из них заполняется определенным видом перевязочного материала и белья. Обычно используется при работе в перевязочной и при малых операциях.

2) Целенаправленная: в бикс укладываются все инструменты, первязочный материал и белье, необходимые для осуществления процедуры. Предназначена для выполнения типичных манипуляций, процедур и малых операций.

3) Видовая: в один бикс укладывают только один вид перевязочного материала или белья. Обычно используют в операционных, где требуется большое количество стерильного материала.

Добавлено!!!!

Этап 1 —подготовка материала. Перевязочный материал должен легко стерилизоваться и не терять при этом своих свойств. Его готовят из марли и ваты, реже из вискозы и лигнина. Для работы из них готовят шарики, салфетки, тампоны, турунды, бинты. Марля должна складываться так, чтобы не было свободного края, из которого могут осыпаться волокна ткани. Материал заготавливают впрок, пополняя его по мере расходования. Перед стерилизацией его укладывают следующим образом: шарики – в марлевые мешочки по 50—100 штук, салфетки связывают по 10 штук. В качестве операционного белья используют хирургические халаты, простыни, пелёнки, полотенца, шапочки, бахилы. Их изготавливают из хлопчатобумажной ткани. Халаты, простыни, пеленки, полотенца для стерилизации складываются в виде рулонов, это позволяет легко развернуть их при использовании. Перевязочный материал после его использования сжигается. Белье многократного применения стирается, но отдельно от других видов белья. Этап 2 – укладка материала. Перевязочный материал и операционное белье стерилизуют в биксах. Применяют три вида укладки бикса: • универсальная укладка • целенаправленная укладка • видовая укладка Универсальная – укладывают материал и белье для одной небольшой, типичной операции. Этот вид укладки используют при работе в перевязочных и при малых операциях. Укладку производят по секторам. Бикс делят на секторы, которые заполняются определенным видом материала или белья: в один сектор помещаются салфетки, в другой – шарики, в третий – тампоны и т. д. Целенаправленная – укладывают материал и белье для определенной операции. Например, для аппендэктомии, резекции желудка. В бикс укладывается набор перевязочного материала и белья, необходимый для осуществления операции. Видовая – укладывают определенный вид материала или белья. Этот вид укладки применяют в операционных, где выполняется большое количество различных операций. Укладка осуществляется следующим образом – в один бикс хирургические халаты, в другой – простыни, в третий – салфетки и т. д. Укладку бикса осуществляют следующим образом. Проверяют исправность бикса. Протирают дно, стенки, крышку бикса вначале изнутри, а затем снаружи 0,5 % нашатырным спиртом. На боковой стенке бикса круговую пластинку (поясок герметичности), сдвигают так, чтобы открыть боковые отверстия. Бикс выстилается сложенной вдвое простыней, при этом концы её должны свисать наружу. На дно бикса кладут индикатор контроля стерильности. Перевязочный материал и белье укладывают в бикс рыхло, вертикально, по секторам или послойно. Каждый предмет кладут так, чтобы легко было достать, не нарушая укладку. В середину бикса кладут ещё индикатор контроля стерильности. Края простыни выстилающей бикс заворачивают один на другой. Сверху ближе к замку бикса кладут еще один контрольный индикатор. Закрывают крышку бикса на замок. К ручке бикса крепят бирку – паспорт. Этап 3 – стерилизация. Перевязочный материал и белье стерилизуют автоклавированием при стандартных режимах. Этап 4 – хранение стерильного материала. Боковые отверстия простерилизованного бикса должны быть закрыты. Биксы со стерильным материалом хранятся отдельно от биксов с нестерильным. После стерилизации хранить не вскрытый бикс можно 3 суток, после вскрытия 1 сутки. Неиспользованные биксы подвергаются повторной стерилизации. ПРОВЕРКА КАЧЕСТВА СТЕРИЛИЗАЦИИ Контроль за стерильностью может проводиться прямым и непрямым (косвенным) способами. Прямой способ – бактериологический, проводится посев со стерильных предметов. Его производят следующим образом: в операционной вскрывается бикс, маленькими кусочками марли, увлажненной изотоническим раствором хлорида натрия, несколько раз проводят по белью, после чего их опускают в пробирку. Взятый таким образом материал направляют на бактериологическое исследование. Бактериологический контроль проводят один раз в 10 дней. Он является самым надежным методом контроля стерильности. Для непосредственного контроля стерильности материала применяются непрямые способы. Благодаря им можно оценить качество стерилизации каждого бикса. Непрямые методы основаны на закладывании в стерилизуемые биксы термоиндикаторов, которые показывают, прошел ли стерилизуемый материал определенный температурный режим. Для индикаторов используют вещества с определенной точкой плавления: бензойную кислоту (120°С), мочевина (132°С), тиомочевину (180°С). Их помещают в ампулы. Индикаторы закладывают вместе со стерилизуемыми предметами. Расплавление порошка и превращение его в сплошную массу свидетельствует, что температура стерилизации была равна точке плавления контрольного вещества или превышала ее.

Стерилизация хирургических инструментов

Обработка всех инструментов включает в себя последовательное выполнение двух этапов: предстерилизационной обработки и непосредственно стерилизации.

Вид и объем предстерилизационной обработки определяется степенью инфицированности инструментов, а способ стерилизации прежде всего зависит от вида инструментов.

Предстерилизационная подготовка
Предстерилизационная подготовка складывается из обеззараживания, мытья и высушивания. Ей подвергаются все виды инструментов.
Вид и объем предстерилизационной обработки в недавнем прошлом определялся степенью инфицированности инструментов.

Обеззараживание

Непосредственно после использования инструменты погружаются в емкость с дезинфицирующими средствами (накопитель). При этом они должны быть полностью погружены в раствор. В качестве дезинфицирующих
средств используется 3% раствор хлорамина (экспозиция 40-60 минут) или 6% раствор перекиси водорода (экспозиция 90 минут). После обеззараживания инструменты промываются проточной водой.

Мытье

Инструменты погружаются в специальный моющий (щелочной) раствор, в состав которого входит моющее средство (стиральный порошок), перекись водорода и вода. Температура раствора 50-60°С, экспозиция 20 минут. После этого инструменты моют щетками в том же растворе, а затем в проточной воде.

Высушивание
Высушивание может осуществляться естественным путем. В последнее время, особенно при последующей стерилизации горячим воздухом, инструменты сушат в сухожаровом шкафу при 80°С в течение 30 минут. После высушивания инструменты готовы к стерилизации.

Выбор метода стерилизации в первую очередь зависит от вида хирургических инструментов.

Собственно стерилизация
Все хирургические инструменты по особенностям использованных материалов и других качеств можно условно разделить на три группы:

металлические (режущие и нережущие),
резиновые и пластмассовые,
оптические

Хирургические инструменты

К хирургическим инструментам относятся:

шприцы, иглы, зажимы, пинцеты, крючки, зоиды, пластинки, винты, стержни;
скальпели, ножницы, хирургические иглы, ампутационные ножи;
катетеры, зонды, дренажи, наконечники для клизм;
лапароскоп, гастроскоп, холедохоскоп, цистоскоп;

Основные виды хирургических инструментов

Стерилизация нережущих металлических инструментов

Основным методом стерилизации является стерилизация горячим воздухом в сухожаровом шкафу или в автоклаве при стандартных режимах. Возможно также использование кипячения. Однако инструменты после операций по поводу анаэробной инфекции и в группе риска по гепатиту кипятить не рекомендуется. Некоторые виды простых инструментов (пинцеты, зажимы, зонды и др.), предназначенные для одноразового использования, могут стерилизоваться лучевым способом.

Стерилизация режущих металлических инструментов
Проведение стерилизации режущих инструментов с помощью термических методов приводит к их затуплению и потере необходимых для хирурга свойств.
Основным методом стерилизации режущих инструментов является холодный химический способ с применением растворов антисептиков.

В последнее время в перевязочных режущие инструменты, как и нережущие, стерилизуются в сухожаровом шкафу, что приводит к некоторому снижению их остроты, но обеспечивает абсолютную стерильность.

Самыми лучшими способами стерилизации являются газовая стерилизация и особенно лучевая стерилизация в заводских условиях.

Стерилизация резиновых и пластмассовых инструментов
Основным методом стерилизации резиновых изделий является авто- клавирование.

При многократной стерилизации резина теряет свои эластические свойства, трескается, что является некоторым недостатком метода. Допустимо также кипячение резиновых изделий в течение 15 минут.
Пластмассовые изделия разового использования, а также катетеры и зонды подвергаются лучевой заводской стерилизации.

Особо следует сказать о стерилизации перчаток. В последнее время наиболее часто используются одноразовые перчатки, подвергшиеся лучевой заводской стерилизации. При многократном использовании основным методом стерилизации является автоклавирование в щадящем режиме: после предстерилизационной обработки перчатки высушивают, пересыпают тальком (предупреждает слипание), заворачивают в марлю, укладывают в бикс и автоклавируют.

Стерилизация оптических инструментов

Основным методом стерилизации оптических инструментов, требующих наиболее щадящей обработки с исключением нагревания, является газовая стерилизация.

Этим способом обрабатываются все инструменты для проведения лапароскопических и торакоскопических вмешательств, что связано с их сложным устройством и дороговизной.

При стерилизации фиброгастроскопов, холедохоскопов, колоноскопов возможно применение и холодной стерилизации с использованием химических антисептиков.

Современное стерилизационное оборудование

Обязательным условием успешного оказания медицинской помощи является отсутствие рисков инфицирования пациента через используемые медицинские инструменты, инъекционные растворы, имплантаты, а так же перевязочный материал и предметы ухода. В соответствии с требованиями международных стандартов, при поставке стерильной продукции микробиологическое загрязнение медицинских изделий от любых источников должно быть сведено к минимуму всеми доступными средствами. Цель процесса стерилизации и стерилизующих агентов (стерилизантов) заключается в уничтожении микробиологических контаминантов. Таким образом, осуществляется преобразование нестерильных изделий в стерильные.

Термин «стерилизация» (от лат. sterilis — бесплодный) обозначает полное освобождение различных веществ и предметов от живых микроорганизмов. В ходе стерилизации производится уничтожение всех способных к размножению микробов и спор. Большим преимуществом стерилизации, помимо ее действенности, является возможность ее автоматизированного проведения, а также сравнительно непродолжительное время процесса.

Способы стерилизации

Стерилизация основана на губительном для микроорганизмов и их спор воздействии разнообразных физических или химических агентов (стерилизантов). Ниже приведена наиболее общая классификация методов стерилизации:

Термическая: паровая и воздушная (сухожаровая)
Химическая: газовая или химическими растворами (стерилянтами)
Радиационная стерилизация: применяется в промышленном варианте
Метод мембранных фильтров: применяется для получения небольшого количества стерильных растворов, качество которых может резко ухудшиться при действии других методов стерилизации

Термические методы стерилизации

Термические методы стерилизации исторически являются одними из самых старых, применяемых в медицине длительное время. Они по-прежнему широко применяются и имеют ряд преимуществ:

Надёжность
Отсутствие необходимости удаления стерилянтов с предметов медицинского назначения
Удобство работы персонала
Стерилизация проводится в упаковках, что позволяет сохранить стерильность некоторый период времени

Паровая стерилизация осуществляется подачей насыщенного водяного пара под давлением в паровых стерилизаторах (автоклавах). Такая методика считается наиболее эффективным методом, так как чем выше давление, тем выше температура пара, стерилизующего материал.

Паровой стерилизации подвергают изделия из текстиля (бельё, вату, бинты, шовный материал), из резины, стекла, некоторых полимерных материалов, питательные среды, лекарственные препараты.

В настоящее время паровая стерилизация продолжает оставаться самым распространенным в мире способом стерилизации. Данный метод высокоэффективен, экономичен и приемлем для многих медицинских изделий. По данным статистики, 75% общего объема госпитальной стерилизации в мире приходится на паровой метод. В России продолжает широко использоваться воздушная, или сухожаровая, стерилизация. В развитых странах высокое энергопотребление такого оборудования, отсутствие надежных методов упаковки и высокая температура воздействия свели применение данного метода к минимуму.

В современной медицине термическая стерилизация встречает все больше ограничений. Использование температуры рабочего цикла от 120° до 180°С вызывает повреждение термочувствительных материалов (полимеры, оптика, электронные блоки). Активное использование не термостойких компонентов (полимерных материалов, оптического волокна и микроэлектроники) в конструкции хирургических и диагностических инструментов заметно сократило перечень изделий, пригодных к стерилизации температурными методами.

Количество сложного, дорогостоящего оборудования, инструментов, имплантатов и материалов в отечественных клиниках постоянно увеличивается, что требует перехода на нетермические методы стерилизации, а значит и соответствующего переоснащения парка стерилизационного оборудования.

Химические методы стерилизации

Для газовой (холодной) стерилизации используют герметичные контейнеры или специальные аппараты с камерами, заполняемыми парами окиси этилена, формальдегида или специализированными многокомпонентными системами. Используются при обработке приборов, аппаратов, сложных оптических систем, крупногабаритных изделий или изделий из титана, полимерных смол, резин.

Для химической стерилизации растворами применяются основных четыре группы веществ:

Кислота+окислитель (например, «Первомур»)
Альдегид (например, формалин)
Детергент (например, хлоргексидина биглюконат)
Галоид (например, Повидон-йод)

Концентрация стерилизанта и время экспозиции зависит от используемого химического вещества.

Наиболее широко в мире применяется стерилизация с помощью этиленоксида. Для сравнения, в 1999г. в США 52,2% всех одноразовых медицинских изделий было простерилизовано с помощью этиленоксида, 45,5% — гамма-радиацией, 1,8% — паром и только 0,5% — другими методами.

Этиленоксидная стерилизация прекрасно зарекомендовала себя в большинстве стран мира, оборудование для ее проведения выпускается большим количеством производителей в различных странах Европы и Америки. Этиленоксидный метод обеспечивает самый щадящий температурный режим стерилизации.

Формальдегид нашел широкое применение в качестве стерилизанта высокого уровня с использованием специальных камер. Для стерилизации же он не является самым удачным выбором. Низкая проникающая способность формальдегида приводит к тому, что данный метод требует применения рабочей температуры в пределах 65 – 80°С, и многие специалисты вообще не считают этот метод низкотемпературным. Для формальдегида имеются существенные ограничения в отношении стерилизации полых изделий, изделий с отверстиями и каналами. Весьма существенно, что для формальдегида не разработано нейтрализаторов и полного мониторинга процесса стерилизации. Химические методы стерилизации показали себя надежными и эффективными методами. Однако и они не лишены определенных недостатков. В первую очередь, к ним следует отнести высокую токсичность используемых стерилизантов, что требует выполнения очистки стерилизуемого оборудования и материалов от остатков стерилизационного агента, сохраняющихся на поверхности и в порах материала после цикла стерилизации. Также необходимо учесть тот факт, что не все материалы, используемые для производства медицинских изделий, выдерживают химическое воздействие стерилизантов.

Стерилизация ионизирующим излучением

Радиационный метод (лучевую стерилизацию γ-лучами) применяют в специальных установках при промышленной стерилизации однократного применения — полимерных шприцев, систем переливания крови, чашек Петри, пипеток и других хрупких и термолабильных изделий.

Некоторое время в фармтехнологии для стерилизации используется ультрафиолетовое (УФ) (длина волны 253,7 нм). Источником УФ-излучения являются ртутные кварцевые лампы. Их мощное бактериостатическое действие основано на совпадении спектра испускания лампы и спектра поглощения ДНК микроорганизмов, что является причиной их гибели при длительной обработке излучением кварцевых ламп. При недостаточно мощном действии УФ в клетках микроорганизмов активизируются процессы репарации и клетка может восстановиться. Метод применяется для стерилизации воздуха приточно-вытяжной вентиляции, оборудования в биксах, также для стерилизации дистиллированной воды. Радиационная стерилизация – эффективный метод стерилизации, подходящий для многих инструментов, имплантатов и материалов. Его промышленное применения для стерилизации одноразовых медицинских инструментов и материалов является наиболее оправданным. Однако, подобные установки не используются в отделениях стерилизации ЛПУ, следовательно, не могут обеспечивать рутинную обработку многоразовых инструментов и материалов.

Плазменная стерилизация

В настоящее время в большинстве медицинских учреждений наиболее часто используются относительно недорогая паровая и воздушная стерилизация, но эти способы допускают обработку только тех изделий, которые устойчивы к действию высокой температуры и влажности. Количество таких изделий среди всего набора медицинских изделий не превышает 60-70%.

Ранее этот процент был значительнее, но с каждым годом в медицине стабильно увеличивается процент изделий сделанных из материалов, критично относящихся к высокой температуре стерилизации. Кроме того эти изделия очень плохо переносят и химическую стерилизацию. При низкотемпературной химической стерилизации погружением в растворы химических препаратов по утвержденным методикам происходит агрессивное воздействие на материал изделий, что часто приводит к их преждевременному износу и выходу из строя. Кроме того при низкотемпературной химической стерилизации по-прежнему высока вероятность плохой стерилизации из-за влияния человеческого фактора, из-за сложности рельефа изделия, а то и небрежности со стороны персонала в обработки изделия.

При расследовании ряда эпидемий в больницах и родильных домах было выявлено, что контролирующая, поддерживающая и лечебная аппаратура могут играть роль резервуара инфекций, особенно в отношении детей в тяжелом состоянии, находящихся под действием такой аппаратуры в течение длительного времени.

Дыхательные аппараты, датчики для контроля артериального давления, пупочные катетеры, центральные венозные катетеры, устройства для парентерального питания, назотрахеальные и эндотрахеальные трубки создают для новорожденных риск инфицирования даже более значительный, чем для взрослых. Поэтому их необходимо относить к «критическим» медицинским изделиям, которые перед использованием должны быть гарантированно стерильными.

Плазменный метод стерилизации был разработан в ответ на возрастающую потребность ЛПУ в стерилизации медицинских изделий и материалов, надежная и бережная стерилизация которых невозможна с использованием всех перечисленных выше способов стерилизации. В настоящее время плазменная стерилизация является наиболее современным методом стерилизации, который широко применяют в крупных госпиталях и клиниках мира. Только в клиниках США за 2012 год проведено 1,5 млн циклов плазменной стерилизации. Отечественные клиники также активно внедряют плазменные стерилизаторы в повседневной работе отделений ЦСО, а портативные модели устанавливаются непосредственно в предоперационных помещениях.

Стерилизация медицинских изделий производится за счет действия особого стерилизующего агента (плазмы перекиси водорода). Уничтожаются все формы микроорганизмов, включая их условно-патогенные виды, которые активно проявляют себя в госпитальной инфекции. Формирование плазмы и сам процесс стерилизации протекают при нормальном давлении и температуре порядка 50-60С. Такая технология отличается максимально щадящим воздействием на конструкционные материалы медицинских изделий, что дает уникальные возможности для многократной стерилизации прецизионных изделий, систем, содержащих высококачественную оптику, электронику, а также изделий со специальными покрытиями или красками.

Физическая основа плазменной стерилизации

Метод плазменной стерилизации основан на действии плазмы перекиси водорода (Н2О2). Она состоит из ионов, электронов, нейтральных атомов и молекул и образуется под действием внешних источников энергии, таких как температура, радиационное излучение, электрическое поле и др. При этом методе после впрыскивания раствора перекиси водорода в стерилизационную камеру включается источник электромагнитного излучения, под воздействием которого одновременно происходит деление одной части молекул Н2О2 на две группы (ОН-), а другой части — на одну гидропероксильную группу (ООН-) и один атом водорода, сопровождающееся выделением видимого и ультрафиолетового излучения. В результате создается биоцидная среда, состоящая из молекул перекиси водорода, свободных радикалов и ультрафиолетового излучения. При отключении электромагнитного поля свободные радикалы преобразуются в молекулы воды и кислорода, не оставляя никаких токсичных отходов.

Плазменная стерилизация является единственным экономически эффективным методом стерилизации медицинских изделий из материалов, чувствительных к действию высокой температуры и влаги, а также инструментов и изделий, содержащих узкие, с трудом поддающиеся стерилизации каналы, которые могут стать входными воротами для инфицирования больного в стационаре. В плазменном стерилизаторе допускается обрабатывать практически всю номенклатуру применяемых в ЛПУ медицинских изделий. К ним относятся изделия из полимеров, электроинструменты и кабели, оптоволоконные световодные системы, электронные устройства, электрофизиологические катетеры, изделия из оптического стекла, металлические инструменты для микрохирургии и многое другое.

Согласно исследованиям НИИ дезинфектологии Роспотребнадзора, а также Института гигиены Хейдельбергского университета (Германия), технология плазменной стерилизации допускает стерилизацию инструментов для минимально инвазивной хирургии, включая эндоскопы. Это открывает перспективу для 100%-ной стерилизации инструментов, применяемых в ЛПУ для эндоскопических и малоинвазивных операций.

Во многих ЛПУ часто ощущается дефицит готовых к немедленному использованию дорогостоящих хирургических инструментов, так как приобретение и хранение нескольких комплектов одинаковых инструментов часто бывает экономически непосильно. Эта проблема перестает существовать при использовании плазменного стерилизатора. В современных системах плазменной стерилизации минимальная продолжительность цикла достигает 35 мин, а максимальное время не превышает 70 мин.

Стоит особо отметить, что современные плазменные стерилизаторы полностью вписываются в структуру существующих ЦСО отечественных ЛПУ. Для их функционирования требуется только подводка электрической линии, а автоматический режим работы не требует специальной квалификации обслуживающего персонала.

Дополнительное преимущество плазменной стерилизации состоит в высокой степени экологичности данного метода. В отличие от высокотоксичных отходов газовой стерилизации, отходами плазменной стерилизации являются кислород и пары воды.

Первые плазменные стерилизаторы, появившиеся на отечественном рынке, отличались высокой стоимостью, что заметно ограничивало их повсеместное распространение. В последнее время на отечественный рынок вышли новые производители, предлагающие широкий модельный ряд плазменных стерилизаторов с объемом рабочей камеры от 35 до 120 литров, которые могут устанавливаться не только в ЦСО, но и непосредственно в предоперационных помещениях, обеспечивая максимально оперативный стерилизацию хирургических инструментов и материалов за время перерыва между хирургическими операциями в течение дня. Например, стерилизаторы серии Crystal компании LowTem представлены моделями с полезным объемом стерилизационной камеры от 35 до 108 л. Меню аппаратов позволяют производить стерилизацию по различным программам, в зависимости от типа загруженного оборудования. В зависимости от выбранной программы, продолжительность цикла составляет от 35 до 55 минут, а температура не превышает 60С.

Заключение

Прогресс медицины предъявляет все более строгие требования к стерилизационному оборудованию, рутинно используемому для обеспечения стерилизации хирургического и диагностического оборудования, различных медицинских материалов, имплантатов, инфузионных растворов и пр. Прогресс медицинских технологий привел к увеличению количества полимерных, оптических и электронных блоков в составе сложного, дорогостоящего оборудования, стерильность которого должна быть обеспечена перед применением. Проверенные временем паровая, воздушная стерилизация и химическая технологии стерилизации оказались не в состоянии обеспечить сохранность чувствительных элементов нового оборудования, а лучевые стерилизационные установки являются «привилегией» промышленных предприятий и не применяются в клинической практике.

Плазменная стерилизация является современной методикой, не имеющей «узких мест», характерных для более ранних способов стерилизации. В плазменных стерилизаторах на объект стерилизации не воздействуют высокая температура, давление, агрессивные химикаты. Отходами плазменных стерилизаторов являются неопасные продукты – углекислый газ и вода.

В модельных рядах современных производителей (таких как аппараты Crystal компании Lowtem) присутствуют как большие высокопроизводительные, так и компактные портативные модели. ЛПУ получили возможность весьма гибкого оснащения своих подразделений этими стерилизаторами. Появилась возможность установить компактный стерилизатор в предоперационной для быстрой стерилизации инструмента в перерыве между операциями. Такой подход существенно сокращает нагрузку на ЦСО и уменьшает трудозатраты персонала оперблока.

Можно с уверенностью утверждать, что технология плазменной стерилизации является исключительно востребованным и экономически оправданным высокотехнологичным процессом, необходимым для выполнения всех требований, направленных на санитарно-эпидемиологическое благополучие населения.

Преимущества и недостатки различных методов стерилизации
Метод	Преимущества	Недостатки
Паровая стерилизация	Наиболее распространенный метод стерилизации в стационарах. Безопасен для окружающей среды и персонала. Короткая экспозиция. Не обладает токсичностью. Низкая стоимость. Не требует аэрации.	Качество стерилизации может быть нарушено при неполном удалении воздуха, повышенной влажности материалов и плохом качестве пара. Могут повреждаться изделия, чувствительные к действию температуры и влажности.
Воздушная стерилизация	Низкие коррозийные свойства. Глубокое проникновение в материал. Безопасен для окружающей среды. Не требует аэрации.	Длительная экспозиция. Очень высокая энергопотребляемость. Могут повреждаться термочувствительные изделия.
Стерилизация окисью этилена	Проникновение в упаковочные материалы и пластиковые пакеты. Можно использовать для стерилизации большинства медицинских изделий. Прост в обращении и контроле.	Требуется время для аэрации. Маленький размер стерилизационной камеры. Окись этилена токсична, является вероятным канцерогеном, легко воспламеняется.
Стерилизация плазмой перекиси водорода	Низкотемпературный режим. Не требует аэрации. Безопасен для окружающей среды и персонала. Конечные продукты нетоксичны. Прост в обращении, работе и контроле.	Нельзя стерилизовать бумажные изделия, белье и растворы. Маленький размер стерилизационной камеры. Нельзя стерилизовать изделия с длинными или узкими внутренними каналами. Требуется синтетическая упаковка.
Стерилизация парами раствора формальдегида	Пожаро- и взрывобезопасен. Можно использовать для стерилизации большинства медицинских изделий.	Необходимость отмывания поверхности от остатков формальдегида. Обладает токсичностью и аллергенностью. Длительная экспозиция. Длительная процедура удаления формальдегида после стерилизации.

Стерилизация оптических приборов

Для этого используется:

 стерилизация окисью этилена при концентрации газа 555 мг/л в течение 16-16 часов;

 стерилизация в формалиновой камере, на дно которой кладут таблетки формальдегида, в течение 48 часов.

Стерилизация перевязочного материала и белья

Перевязочный материал и белье стерилизуют в автоклаве при давлении 2 атм. (132,9 ⁰С.) в течение 20 минут.

Белье и материал стерилизуются в биксах или матерчатых двухслойных мешках.

Существуют 3 вида укладки бикса:

1. Универсальная — в бикс или матерчатый комплект закладывают разный материал: шарики, салфетки, вату, халаты, тампоны и т. п. В этих случаях бикс делят на секторы, в каждом из которых находится тот или иной материал. Такая укладка применяется в хирургических отделениях с небольшим объемом работы.

2. Специализированная — в каждый из биксов укладывают один вид материала (халаты, салфетки и т.п.). Применяется в хирургических отделениях с большим объемом работы.

3. Целенаправленная — в бикс укладывается материал, который может потребоваться для определенного оперативного вмешательства.

Допустимый срок сохранения материала после стерилизации в биксах — 3 суток; в мешках — 24 часа.

Стерилизация перчаток

В настоящее время применяются следующие способы стерилизации перчаток:

1. Лучевая стерилизация – применяется в промышленных условиях. Основной метод стерилизации одноразовых перчаток.

2. Автоклавирование при давлении 1,1 атм. в течение 45 минут — при многократном использовании перчаток.

3. Кипячение в воде (без добавления соды) в течение 15 минут. Следует отметить, что этот способ применяется редко. Резиновые изделия быстро портятся.

4. Холодная стерилизация в 6 % растворе перекиси водорода, 0,5 % растворе детергента в течение 3-х часов при температуре 50 ⁰С.

5. Химическая стерилизация в автоматических газовых стерилизаторах при концентрации окиси этилена 555 мг./л в течение 4-х часов.

Для поддержания стерильности по ходу операции перчатки обрабатывают 2.4 % первомуром и протирают 96 % этанолом.

Обработка рук хирурга

Одним из важнейших мероприятий по профилактике контактной инфекции является обработка (мытье) рук хирурга.

Основными способами обработки рук хирурга являются:

I этап — обычное обмывание рук с мылом в течение 1 минуты.

III этап — осушивание рук стерильным полотенцем или салфеткой сначала кистей, потом предплечья;

Обработка рук первомуром (раствором С-4).

Недостатком метода является возможность развития дерматита на коже рук хирурга.

Стерилизация резиновых и пластмассовых инструментов.

Основной метод стерилизации резиновых изделий – автоклавирование. При многократной стерилизации резина теряет свои эластические свойства, трескается, что признано некоторым недостатком метода. Пластмассовые изделия разового использования, а также катетеры и зонды подвергают лучевой заводской стерилизации. Особо следует сказать о стерилизации перчаток. В последнее время наиболее часто используют одноразовые перчатки, подвергшиеся лучевой заводской стерилизации. При многократном использовании основным методом стерилизации становится автоклавирование в щадящем режиме: после предстерилизационной обработки перчатки высушивают, пересыпают тальком (предупреждает слипание), заворачивают в марлю, укладывают в бикс. Автоклавируют при 1,1 атм. в течение 30 – 40 мин, при 1,5 атм. – 15 – 20 мин. После надевания стерильных перчаток обычно их обрабатывают марлевым шариком со спиртом для снятия с поверхности талька или других веществ, препятствовавших слипанию резины. В экстренных случаях для стерилизации перчаток возможен следующий приём: хирург надевает перчатки и в течение 5 мин обрабатывает их тампоном, смоченным 96% этиловым спиртом.

Стерилизация оптических инструментов.

Основной метод стерилизации оптических инструментов, требующих щадящей обработки с исключением нагревания, — газовая стерилизация. Этим способом обрабатывают все инструменты для проведения лапароскопических и торакоскопических вмешательств, что связано со сложным их устройством. При стерилизации фиброгастроскопов, холедохоскопов, колоноскопов возможно применение и холодной стерилизации с использованием химических антисептиков. Следует особо отметить, что наилучшим способом профилактики контактной инфекции признано использование одноразового инструментария, подвергшегося лучевой заводской стерилизации!

Стерилизация перевязочного материала и белья.

Виды перевязочного материала и операционного белья.

К перевязочному материалу относят марлевые шарики, тампоны, салфетки, бинты, турунды, ватно-марлевые тампоны. Перевязочный материал обычно готовят непосредственно перед стерилизацией, используя специальные приёмы для предотвращения осыпания отдельных нитей марли. Для удобства подсчёта шарики укладывают по 50 – 100 штук в марлевые салфетки, салфетки и тампоны связывают по 10 штук. Перевязочный материал повторно не используют, после применения его уничтожают. К операционному белью относят хирургические халаты, простыни, полотенца, подкладные. Материалом для их изготовления служат хлопчатобумажные ткани. Операционное бельё многократного применения после использования проходит стирку, причём отдельно от других видов белья.

Стерилизация.

Перевязочный материал и бельё стерилизуют автоклавированием при стандартных режимах. Перед стерилизацией перевязочный материал и бельё укладывают в биксы. Существует три основных вида укладки бикса: универсальная, целенаправленная и видовая укладки.

Универсальная укладка.

Обычно используют при работе в перевязочной и при малых операциях. Бикс условно разделяют на секторы, каждый из них заполняют определённым видом перевязочного материала или белья: в один сектор помещают салфетки, в другой – шарики, в третий – тампоны и т. д.

Целенаправленная укладка.

Предназначена для выполнения типичных манипуляций, процедур и малых операций. Например, укладка для трахеостомии, катетеризации подключичной вены, перидуральной анестезии и пр. в бикс укладывают все инструменты, перевязочный материал и бельё, необходимые для осуществления процедур.

Видовая укладка.

Обычно используют в операционных, где необходимо большое количество стерильного материала. При этом в один бикс, например, укладывают хирургические халаты, в другой – простыни, в третий – салфетки и т. д. В небольшом количестве используют перевязочный материал в упаковках, прошедших лучевую стерилизацию. Существуют и специальные наборы операционного белья одноразового использования (халаты и простыни), изготовленные из синтетических тканей, также подвергшихся лучевой стерилизации.

Обработка рук хирурга.

Обработка (мытьё) рук хирурга – очень важная процедура. Существуют определённые правила мытья рук. Классические методы обработки рук Спасокукоцкого – Кочергина, Альфледа, Фюрбрингера и другие имеют лишь исторический интерес, их в настоящее время не применяют.

Билет № 29

Стерилизация разных видов инструментов и материалов, используемых в хирургической работе. Порядок работы стерилизационной.
Трещины прямой кишки. Клиника. Диагностика. Виды лечения.
Желтуха (надпеченочная, печеночная, паренхиматозная, обтурационная). Этиология. Патогенез. Клиника. Диагностическое инструментальное обеспечение.

1. ————————————————————————————————————————————————

СТЕРИЛИЗАЦИЯ — полное освобождение какого-либо предмета от микроорганизмов путем воздействия на него физическими или химическими факторами.

Стерилизация является основой асептики. Методы и средства стерилизации должны обеспечивать гибель всех, в том числе высокоустойчивых, микроорганизмов, как патогенных, так и непатогенных. Наиболее устойчивы споры микроорганизмов. Поэтому возможность применения для стерилизации определенных средств оценивается наличием у них спороцидной активности, проявляемой в приемлемые сроки. Используемые в практике методы и средства стерилизации должны обладать следующими качествами:

— быть эффективными в плане бактерицидной и спороцидной активности,

— быть безопасными для больных и медперсонала,

— не должны ухудшать рабочие свойства инструментов.

В современной асептике используются физические и химические методы стерилизации. К физическим методам относят: термические способы — обжигание и кипячение, стерилизацию паром под давлением (автоклавирование), стерилизацию горячим воздухом (сухим жаром), а также лучевую стерилизацию.

К химическим методам относят газовый способ и стерилизацию растворами химических препаратов.

Выбор того или иного способа для стерилизации определяется прежде всего свойствами стерилизуемого изделия. Основными на сегодняшний день являются физические методы стерилизации.

Физические методы стерилизации

а) Обжигание и кипячение — Обжигание в настоящее время в хирургической клинике для стерилизации инструментов не используется. Метод можно применять в домашних условиях при невозможности использования других. Обжигание металлических инструментов проводится открытым пламенем. Обычно на металлический поднос кладут инструмент, наливают небольшое количество этилового спирта и поджигают его.

Кипячение долгое время было основным способом стерилизации инструментов, но в последнее время применяется редко, так как при этом методе достигается температура лишь в 100°С, что недостаточно для уничтожения спороносных бактерий. Инструменты кипятят в специальных электрических стерилизаторах различной емкости. Инструменты в раскрытом виде (шприцы в разобранном виде) укладывают на сетку и погружают в дистиллированную воду (возможно добавление гидрокарбоната натрия — до 2% раствора). Обычное время стерилизации — 30 минут с момента закипания. После окончания стерилизации сетку с инструментами достают с помощью специальных стерильных ручек.

б) Стерилизация паром под давлением (автоклавирование) — При этом способе стерилизации действующим агентом является горячий пар. Стерилизация просто текучим паром в настоящее время не используется, так как температура пара в обычных условиях (100°С) недостаточна для уничтожения всех микробов. В автоклаве (аппарат для стерилизации паром под давлением) возможно нагревание воды при повышенном давлении. Это повышает точку кипения воды и соответственно температуру пара до 132,9°С (при давлении 2 атмосферы). Хирургические инструменты, перевязочный материал, белье и другие материалы загружаются в автоклав в специальных металлических коробках— биксах Шиммельбуша. Биксы имеют боковые отверстия, которые открывают перед стерилизацией. Крышку бикса плотно закрывают. После загрузки биксов автоклав закрывают герметичной крышкой и производят необходимые манипуляции для начала его работы в определенном режиме. Работа автоклава контролируется показателями манометра и термометра. Существует три основных режима стерилизации:

— при давлении 1,1 атмосферы — 1 час,

— при давлении 1,5 атмосферы — 45 минут,

— при давлении 2 атмосферы — 30 минут.

По окончании стерилизации биксы некоторое время остаются в горячем автоклаве для просушки при слегка приоткрытой дверце. При извлечении биксов из автоклава закрывают отверстия в стенках биксов и отмечают дату стерилизации (обычно на прикрепленном к биксу кусочке клеенки). Закрытый бикс сохраняет стерильность находящихся в нем предметов в течение 72 часов.

в) Стерилизация горячим воздухом (сухим жаром) — Действующим агентом при этом способе стерилизации является нагретый воздух. Стерилизация осуществляется в специальных аппаратах — сухо-жаровых шкафах-стерилизаторах. Инструменты укладывают на полки шкафа-стерилизатора и вначале высушивают в течение 30 минут при температуре 80°С с приоткрытой дверцей. Стерилизация осуществляется при закрытой дверце в течение 1 часа при температуре 180°С. После этого при остывании шкафа-стерилизатора до 50-70°С дверцу приоткрывают и при окончательном остывании разгружают камеру со стерильным инструментарием. Стерилизация в автоклаве и сухожаровом шкафу в настоящее время является главным, наиболее надежным способом стерилизации хирургических инструментов. В связи с этим в стационарах обычно выделяются специальные центральные стерилизационные отделения (ЦСО), где с помощью двух этих методов осуществляется стерилизация наиболее простых и часто используемых инструментов со всех отделений больницы (шприцы, иглы, простые хирургические наборы, зонды, катетеры и пр.).

г) Лучевая стерилизация — Антимикробная обработка может быть осуществлена с помощью ионизирующего излучения (у-лучи), ультрафиолетовых лучей и ультразвука. Наибольшее применение в наше время получила стерилизация у-лучами.

Используются изотопы Со60 и Сэ137. Доза проникающей радиации должна быть весьма значительной — до 20-25 мкГр, что требует соблюдения особо строгих мер безопасности. В связи с этим лучевая стерилизация проводится в специальных помещениях и является заводским методом стерилизации (непосредственно в стационарах она не производится). Стерилизация инструментов и прочих материалов проводится в герметичных упаковках и при целостности последних сохраняется до 5 лет. Герметичная упаковка делает удобными хранение и использование инструментов (необходимо просто вскрыть упаковку). Метод выгоден для стерилизации несложных одноразовых инструментов (шприцы, шовный материал, катетеры, зонды, системы для переливания крови, перчатки и пр.) и получает все более широкое распространение. Во многом это объясняется тем, что при лучевой стерилизации нисколько не теряются свойства стерилизуемых объектов.

Очистка, упаковка и стерилизация инструментов

Презентация на тему: «Очистка, упаковка и стерилизация инструментов» — стенограмма презентации:

1 Очистка, упаковка и стерилизация инструментов
Предоставлено: McKesson Corporation McKesson Medical-Surgical Richmond, VA

2 Программа непрерывного образования
Следование установленным протоколам обработки инструментов является важным аспектом современного здравоохранения, так как помогает минимизировать риск инфицирования пациента в месте операции.В этой программе рассматриваются самые современные рекомендуемые методы обработки инструментов и одобрены двумя национальными организациями по обработке стерильных материалов. IAHCSMM и CBSPD предлагают программы сертификации для персонала по обработке стерильных продуктов.

3 СПЕЦИАЛЬНОЕ ОБНОВЛЕНИЕ Центры услуг Medicare и Medicaid (CMS)
недавно пересмотрели свой документ по обследованию и сертификации, включив в него более строгие проверки в области инфекционного контроля и стерилизации.Приоритетные направления включают: Соответствие национально признанным стандартам. Формальное обучение в области инфекционного контроля и стерилизации. Соответствующие процедуры очистки, стерилизации и мониторинга. Установленные критерии мгновенной стерилизации. Ссылка: Рабочий лист инспектора инфекционного контроля CMS, Приложение 351, 2009 г.

4 СПЕЦИАЛЬНОЕ ОБНОВЛЕНИЕ Ассоциация по аккредитации амбулаторных служб
Healthcare (AAAHC) добавила главу о инфекционном контроле в свое руководство по стандартам.Основные моменты инфекционного контроля включали: «Соблюдение стандартов, руководств и инструкций производителя по очистке, дезинфекции и стерилизации инструментов, оборудования, расходных материалов и имплантатов». Ссылка: Журнал OR Manager, Том 26, номер 2, 2010 г.

5 ОБРАБОТКА ИНСТРУМЕНТОВ
Существует шесть (6) рекомендуемых шагов для обработки инструментов: Очистка Проверка Упаковка Стерилизация Хранение и доставка 6.Гарантия качества

6 ШАГ 1 — ОЧИСТКА Очистку инструментов
следует проводить в специально отведенном месте сразу после хирургической процедуры. Быстрая очистка намного легче удаляет кровь и мусор и может минимизировать коррозию, точечную коррозию или окрашивание инструмента.

7 ШАГ 1 — ОЧИСТКА По возможности, лучше всего механически очистить инструменты
с помощью ультразвука или промывателя с использованием моющего средства с нейтральным pH.Доказано, что механическая очистка в 16 раз эффективнее ручной очистки.

8 ШАГ 1 — ОЧИСТКА В ультразвуковых очистителях используются звуковые волны высокой частоты
для создания микроскопических пузырьков, которые схлопываются. Этот процесс «кавитации» очень эффективен при проникновении в зазубрины, замки ящиков и щели инструментов.

9 ШАГ 1 — ОЧИСТКА После очистки тщательно промойте инструменты
водопроводной водой, чтобы удалить остатки мусора и моющие средства.Если водопроводная вода плохого качества, рассмотрите возможность использования очищенной воды в качестве последнего полоскания, чтобы избежать окрашивания инструмента.

10 ЭТАП 2 — ПРОВЕРКА Каждый инструмент должен быть подвергнут критической проверке после
каждой очистки на предмет остаточного мусора или повреждений. При необходимости заменяйте инструменты и никогда не стерилизуйте «грязные» инструменты.

Оценка методов стерилизации каркасов для регенеративной медицины, изготовленных из полиуретановых небиоразлагаемых и биорассасывающихся нанокомпозитных материалов

Эффективный метод стерилизации, который поддерживает целостность структуры, механические свойства и биосовместимость, имеет важное значение для перевода новых биоматериалов в клинические условия. Мы стремились разработать эффективную технику стерилизации для биоразлагаемого (POSS-PCL) и небиоразлагаемого (POSS-PCU) нанокомпозитного каркаса, который поддерживает биосовместимость стволовых клеток.Каркасы стерилизовали с использованием 70% этанола, ультрафиолетового излучения, отбеливателя, антибиотика / антимикотика, оксида этилена, гамма-облучения, аргоновой плазмы или автоклавирования. Образцы погружали в триптон-соевый бульон и тиогликолятную среду и проверяли на наличие признаков роста микробов. Исследованы поверхностные, механические и молекулярно-массовые свойства каркаса. Анализ жизнеспособности AlamarBlue стволовых клеток, полученных из жировой ткани (ADSC), засеянных на каркасы, был проведен для исследования метаболической активности. Конфокальная визуализация ADSC, окрашенных родамином фаллоидина и DAPI, была выполнена для оценки морфологии.Оксид этилена, гамма-облучение, аргоновая плазма, автоклавирование, 70% этанол и отбеливатель были эффективными при стерилизации каркасов. Автоклавирование, гамма-облучение и оксид этилена привели к значительному изменению молекулярно-массового распределения POSS-PCL и гамма-облучения и оксида этилена по сравнению с POSS-PCU (p <0,05). УФ, этанол, гамма-облучение и оксид этилена вызывали значительные изменения механических свойств POSS-PCL (p <0,05). Аргон был связан со значительно более высокой смачиваемостью поверхности и метаболической активностью ADSC (p <0.05). В этом исследовании аргоновая плазма была эффективным методом стерилизации как биоразлагаемых, так и биоразлагаемых нанокомпозитных каркасов. Следует дополнительно изучить аргонную плазму как потенциальный метод стерилизации медицинских изделий.

1. Введение

Синтетические биоматериалы используются для замены внеклеточного матрикса с целью восстановления поврежденных и разрушенных тканей и органов [1]. Среди биоматериалов полимерные каркасы приобрели значительную популярность благодаря простоте изготовления и универсальности [1].Полимерные каркасы для тканевой инженерии либо производятся в асептических условиях, либо стерилизуются после обработки [2, 3]. По экономическим и практическим причинам последняя стратегия использовалась с полимерными каркасами, предназначенными для использования in vivo, и считается более реалистичным подходом для создания стерильных имплантируемых каркасов [1, 2]. Тем не менее, остается проблема определить эффективную и неразрушающую процедуру стерилизации полимерных каркасов, которая сохраняла бы их структуру и свойства поверхности [3].Методы стерилизации могут влиять на структурные, химические и биологические свойства материала; таким образом, важно убедиться, что применяемый метод не влияет на биосовместимость [3]. Стерилизация биоматериалов, одобренная FDA для медицинских изделий, включает оксид этилена, автоклавирование и гамма-стерилизацию [4]. Успех имплантата для стерилизации зависит не только от того, что имплантат остается стерильным, но и от достижения стерильности без отрицательного воздействия на свойства материала.Различные стерилизующие агенты показали, что они могут атаковать полимеры, вызывая гидролиз, плавление или деполимеризацию [5, 6].

Наша группа разработала и запатентовала два семейства нанокомпозитных полимеров для развития органов и тканей [7–9]. Небиоразлагаемый полимер включает наночастицы POSS в мочевину-уретан на основе поликарбоната (POSS-PCU, UCL-Nano). Его биоразлагаемый аналог модифицирует поли (капролактонмочевина-уретан) POSS-PCL. Понимание подходящей техники стерилизации для POSS-PCU и POSS-PCL имеет решающее значение для внедрения в клиническую практику.В кратком предыдущем исследовании сравнивались три метода стерилизации каркасов POSS-PCU и POSS-PCL, включая автоклавирование, гамма-облучение и этанол [7]. Автоклавирование оказалось эффективным для поддержания стерилизации каркасов без ухудшения качества материала. Первые авторы этой статьи также продемонстрировали, что отбеливатель может быть полезен для стерилизации каркасов POSS-PCL по сравнению с этанолом и стерилизацией в автоклаве [8]. Было показано, что стволовые клетки, полученные из жировой ткани (ADSC), прилипают к каркасам POSS-PCL после стерилизации этанолом и отбеливателем [8].Наконец, исследование, сравнивающее эффекты стерилизации в автоклаве, микроволновой печи, антибиотиками и 70% этанолом на каркасы POSS-PCL, показало, что этанол является подходящим методом стерилизации с сохранением прикрепления фибробластов [9]. Целью этого исследования было сравнение всех доступных методов стерилизации для POSS-PCU и POSS-PCL в одном исследовании, включая новый метод стерилизации аргоновой плазмой, основанный на предыдущих исследованиях, чтобы понять оптимальный метод стерилизации нанокомпозитных каркасов.

Все более популярным методом модификации функциональности поверхности для улучшения поведения клеток на каркасе является модификация плазмой [10, 11]. Плазма состоит из электронов, ионов, богатых энергией нейтралов, молекул, фрагментов, атомов и фотонов. Это может быть низкое, атмосферное или высокое давление. Различное поведение газов привело к предположению, что плазма является «четвертым состоянием вещества» [12]. Плазменная модификация (ПП) — простой, надежный и чистый способ создания реактивных функциональных групп на поверхности биоматериалов и создания якорных участков для дальнейших химических реакций [12].

В этом исследовании сравнивали процедуры стерилизации оксидом этилена, аргоновой плазмой, отбеливателем, антибиотиком / антимикотиком, этанолом, ультрафиолетовым излучением, автоклавированием и гамма-облучением на морфологические изменения, химические повреждения, влияние на деградацию полимера и биосовместимость. Жизнеспособность ADSC оценивалась после стерилизации каркасов POSS-PCU и POSS-PCL для оценки биосовместимости методов стерилизации.

2. Материалы и методы

2.1. Полимерный синтез

2.1.1. POSS-PCU

Каркасы из нанокомпозитов были изготовлены, как описано ранее [7, 13]. Вкратце, поликарбонатный полиол, 2000 mwt, и транс, -циклогексанхлордринизобутилсилсесквиоксан (Hybrid Plastics Inc.) нагревали до 135 ° C, а затем охлаждали до 70 ° C. Затем к смеси добавляли хлопья 4,4′-метиленбис (фенилизоцианата) (MDI) при 75–85 ° C в течение 90 минут с образованием форполимера. Затем должен был образоваться раствор N , N -диметилацетамид (DMAc).Дальнейшее удлинение цепи завершали добавлением по каплям этилендиамина и диэтиламина в DMAc. Затем был создан модифицированный POSS поликарбонат мочевино-уретан в DMAc. Все химические вещества и реагенты были приобретены у Aldrich Limited, Gillingham, UK.

2.1.2. POSS-PCL

Раствор нанокомпозитов POSS-PCL был изготовлен, как описано ранее [7]. Вкратце, поликапролактондиол (2000 г / моль) и транс, -циклогексанхлоргидринизобутилполиэдрический олигомерный силсесквиоксан (POSS) смешивали и нагревали до 135 ° C.Затем добавляли 9,4 г 4,4′-метиленбис (циклогексилизоцианата) с образованием форполимера. После этого к форполимеру добавляли 100 г DMAC. Удлинение цепи осуществляли путем добавления по каплям 1 г этилендиамина в 80 г сухого DMAC. После этого добавляли 2 г 1-бутанола в 5 г DMAC для образования нанокомпозита. Все химические вещества и реагенты были приобретены у Aldrich Limited, Gillingham, UK.

2.1.3. Подготовка образца

Полимеры были изготовлены в виде трехмерных каркасов с использованием методики разделения фаз / выщелачивания частиц, как описано ранее [13].Сначала NaCL (200-250 мкм, мкм) растворяли в POSS-PCL и POSS-PCU в DMAc, содержащем поверхностно-активное вещество Твин-20 (весовое соотношение 1: 1). Раствор диспергировали и дегазировали в смесителе Thinky AER 250 (Intertonics, Кидлингтон, Великобритания). Полимерную смесь разливали по стальным формам. Затем формы промывали деионизированной водой для растворения растворителя и DMAC в течение 7 дней. После промывки были изготовлены полимерные листы толщиной 700-800 мкм мкм. Для анализа клеточных культур из листов вырезали полимерные диски диаметром 16 мм, используя стальной ручной резак.

2.2. Стерилизация

2.2.1. Гамма-облучение

Каркасы облучали дозой 25 кГр при комнатной температуре с использованием источника гамма-излучения ⁶⁰ Co (Synergy Health, Суиндон, Великобритания). Каркасы экспонировались непрерывно в течение 10 часов, как описано ранее [7].

2.2.2. Автоклавирование

Каркасы подвергали воздействию пара при 121 ° C в течение 15 минут при давлении 115 кПа, как описано ранее [7].

2.2.3. Этанол

Полимерные каркасы погружали в 70% (об. / Об.) Этанол на вальцовой мешалке на 30 минут, как описано ранее [8].После стерилизации спиртом каркасы промывают стерильной деионизированной водой на валике в течение 15 минут, затем эту процедуру повторяют пять раз.

2.2.4. Плазма

Матрицы помещают в 24-луночные планшеты для обработки генератором аргоновой плазмы НЧ (радиочастоты), работающим на частоте 40 кГц при 100 Вт. Затем каркасы попадают в камеру безэлектродного аппарата тлеющего разряда, которую продувают 3 раза. с газообразным аргоном (чистота 99,99%, BOC, UK) в течение 2 минут. Затем камеру откачивают до 1.0 Торр. Затем плазма зажигается от источника радиочастотного возбуждения и поддерживается на уровне 100 Вт в течение 5 минут. Каркасы обрабатывали плазмой и немедленно засевали клетками для анализа in vitro , чтобы предотвратить гидрофобное восстановление каркасов.

2.2.5. Оксид этилена

Стерилизация оксидом этилена начинается с предварительной обработки образцов, которая проводится при 41 ° C в течение 13 часов и влажности 42%. Затем выполняется стадия стерилизации в атмосфере 100% оксида этилена при 49 ° C в течение 2 1/2 часов.Затем каркас выдерживают на воздухе в течение 9 часов при 43 ° C.

2.2.6. Ультрафиолетовое облучение

Каркасы подвергали УФ-облучению путем помещения в устройство УФ-дезактивации (длина волны 40 Вт, 254 нм, средняя плотность 15 кДж / см ²) в течение 3 часов, как описано ранее [8].

2.2.7. Обработка антибиотиком антимикотиком

Матрицы помещали в 1% (об. / Об.) Раствор антибиотика антимикотика (10000 Ед / мл пенициллина G, 10 мг / мл сульфата стрептомицина и 25 мг / мл амфотерицина B, разведенного в стерильном фосфатно-солевом буфере ( PBS)) в течение 24 часов при 4 ° C.После стерилизации каркасы промывали пять раз стерильной деионизированной водой на валике по 15 минут каждый раз.

2.2.8. Отбеливатель (SDIC)

Каркасы погружали в дигидрат дихлоризоцианурата натрия с медленным высвобождением хлора с концентрацией 1000 ч. / Млн при комнатной температуре на 20 минут, как описано ранее [8]. Затем каркасы промывают стерильной деионизированной водой ежедневно в течение 7 дней. Удаление оставшегося SDIC было подтверждено тестированием pH.

2.3. Характеристика материала

2.3.1. Тензиометрия

Тензиометрия для оценки механических свойств каркасов после стерилизации выполнялась, как описано ранее [13]. Вкратце, каркасы в форме гантелей (размеры 10 × 2 мм) подвергали растягивающей нагрузке со скоростью нагружения 100 мм / мин ( n = 6) с использованием Instron 5565 (High Wycombe, Bucks, UK). Были рассчитаны модуль упругости Юнга на участке кривой 0-25%, максимальная прочность на разрыв и удлинение при разрыве.Статистические различия в характеристиках растяжения между методами стерилизации оценивали с помощью двухфакторного дисперсионного анализа с апостериорным тестом на индюшатину.

2.3.2. Инфракрасная спектроскопия с преобразованием Фурье с ослабленным полным отражением (ATR-FTIR)

FTIR-спектрофотометр использовался для анализа изменений химического состава поверхности каркасов, обработанных различными методами стерилизации, как описано ранее [8]. Химические группы были обнаружены с использованием режима ослабленного полного отражения (ATR) -FTIR (Jasco FT / IR 4200 Spectrometer (JASCO Inc., США)) (n = 6). Параметры тестирования FTIR были записаны при 20 сканированиях с разрешением 4 см-1 с диапазоном волновых чисел от 600 см-1 до 4000 см-1.

2.3.3. Гель-проникающая хроматография (GPC)

Средние молекулярные массы и дисперсность полимера определяли с помощью GPC, как описано ранее [8] (n = 6). Вкратце, образцы были приготовлены до концентрации 1 мг / мл и пропущены через нейлоновый фильтр 0,22 мкм мкм. ГПХ-анализ проводили на системе Agilent 1260 infinity с использованием 2 колонок PLgel 5 μ m со смешанной D (300 × 7.5 мм), защитный столбик PLgel 5 мм (50 × 7,5 мм), дифференциальный показатель преломления (DRI) и детектор с переменной длиной волны (VWD). Статистические различия в анализе GPC между методами стерилизации оценивали с использованием двухфакторного дисперсионного анализа с апостериорным тестом на индюшатину.

2.3.4. Измерения угла контакта с водой

Статический угол контакта с водой каркасов был выполнен, как описано ранее [13]. Вкратце, краевой угол смачивания воды был проанализирован с помощью метода лежащей капли (прибор DSA 100 (KRUSS, Германия)).Во всех экспериментах использовался объем деионизированной воды 5 мкл л. Измерение отдельной капли проводили на шести независимых каркасах (n = 6). Средний краевой угол смачивания был рассчитан с использованием программы KRUSS drop shape (версия 1.90.0.14).

2.3.5. Сканирующая электронная микроскопия (SEM)

Поверхность каркасов, обработанных различными методами стерилизации, анализировали с помощью SEM, как описано ранее [8] (n = 6). Каркасы обезвоживали в ацетоне перед сушкой в течение ночи.Затем каркасы были закреплены на алюминиевых штырях с помощью липкой углеродной ленты. После покрытия каркасов тонким слоем Au / Pd (толщиной примерно 2 нм) с использованием устройства для нанесения ионно-лучевого покрытия Gatan поверхность каркасов визуализировали с помощью СЭМ Carl Zeiss LS15 Evo HD.

2.4. Цитотоксичность

2.4.1. Выделение и посев ADSC

ADSC выделяли из жировой ткани в соответствии с методом, описанным Zuk et al. с модификациями, как описано ранее [8, 14, 15].Вкратце, после удаления фиброзной ткани жировая ткань была разрезана на небольшие кусочки размером <3 мм ³. Затем ткань дополнительно переваривали в модифицированной Дульбекко смеси среда / питательные вещества F-12 Ham (DMEM / F12) Игла, содержащей 300 Ед / мл сырой коллагеназы I (Invitrogen, Life Technologies Ltd., Пейсли, Великобритания), в течение 30 минут в инкубаторе ( 37 ° C, 5% CO ₂). После фильтрации через фильтры для клеток 70 мкм мкм (BD Biosciences, Оксфорд, Великобритания) образцы подвергали центрифугированию (290 × G, 5 мин).Затем препарат клеток, обогащенный ADSC, образовывал осадок на дне пробирки. Клетки ADSC культивировали до 2 пассажей. Когда ADSC достигли примерно 80% слияния, проводили субкультивирование путем трипсинизации. Для анализа клеточных культур 1,5 × 10 ⁴ ADSC при пассаже 2 были засеяны на каждый полимерный диск после стерилизации. Письменное согласие было получено от всех пациентов-доноров в исследовании и было одобрено Советом по этике Северной Шотландии, номер ссылки 10 / S0802 / 20.

2.4.2. AlamarBlue

Анализ жизнеспособности AlamarBlue выполняли, как описано ранее [8, 13]. Вскоре после инкубации каркасов с полной средой в течение 24 часов каркасы засевали 1,5 × 10 ⁴ ADSC на лунку. Через 1, 3, 7 и 14 дней среду удаляли и добавляли 10% AlamarBlue, приготовленный в свежей среде, на 3 часа. После инкубации флуоресценцию AlamarBlue количественно оценивали при соответствующих длинах волн возбуждения и испускания 540 и 595 нм.Средние флуоресцентные единицы для шести повторных культур трех отдельных экспериментов были рассчитаны для каждой обработки воздействия, и из них вычиталось среднее контрольное значение.

2.4.3. Иммунофлуоресценция: родамин фаллоидин и DAPI

. Для изучения адгезии и морфологии ADSC на каркасах иммуноцитохимическое морфологическое окрашивание проводили, как описано ранее [8, 13]. Через 24 часа среду удаляли и клетки трижды промывали PBS.После этого клетки фиксировали 4% (мас. / Об.) Параформальдегидом в течение 15 минут. Затем каркасы промывали трижды в PBS / 0,1% Tween-20 и промывали 0,1% tritonX100 для улучшения проницаемости в течение 5 минут. Затем каркасы окрашивали родаминфаллоидиновым красителем (Molecular Probes®, Life Technologies, Paisly, UK) в соотношении 1:40 (растворяли в 1 мл метанола) в PBS в течение 40 минут. После отмывки ядра окрашивали DAPI (Molecular Probes®, Life Technologies, Пейсли, Великобритания). ADSC на каркасах визуализировали с помощью конфокальной микроскопии Zeiss LSM 710 (Zeiss, Jena, Germany).Программное обеспечение Image J (Национальный институт здоровья, NIH) использовали для определения округлости ADSC на каркасе.

2.5. Проверка стерильности

Все образцы были протестированы на эффективность стерилизации, как описано ранее [8]. Вкратце, каркасы погружали в триптон-соевый бульон (TSB) и жидкую тиогликолятную среду (THY) для культивирования микроорганизмов (Wickham Laboratories, Гэмпшир) на 7 дней. Стерильный бульон считали отрицательным контролем, а нестерилизованные образцы — положительным контролем.Оба бульона макроскопически наблюдались каждые 1-3 дня на предмет помутнения, что свидетельствует о контаминации и неэффективной стерилизации. Считалось, что прозрачный бульон не имеет инфекции и обеспечивает эффективную стерилизацию образцов ( n = 9).

2.6. Статистический анализ

Все статистические анализы были выполнены с использованием программного обеспечения Prism (GraphPad Inc., La Jolla, USA). Средние значения и стандартные отклонения рассчитывались по числовым данным. На рисунках гистограммы представляют средние значения, тогда как столбцы ошибок представляют 1 стандартное отклонение (SD).Значение ≤ 0,05 было определено как значимое. Точный статистический анализ, выполненный для каждого набора данных, описан в легенде к рисунку.

3. Результаты

3.1. Характеристика материала

3.1.1. Визуальный осмотр после стерилизации

Все образцы выдержали обработку ультрафиолетом, антибиотиками / антимикотиками, отбеливателем и плазмой. Хотя на образцы POSS-PCU процесс автоклавирования не повлиял, образцы POSS-PCL были уничтожены; поэтому дальнейшее исследование автоклавированных образцов POSS-PCL было невозможно.Образцы как POSS-PCU, так и POSS-PCL хорошо выдерживали гамма-облучение, при этом наблюдались незначительные изменения цвета / пожелтения образцов POSS-PCU. Газообразный оксид этилена вызывал легкое желтоватое изменение цвета и видимую деформацию этанола образцов POSS-PCL.

3.1.2. Тензиометрия

Количественные значения механических свойств образцов POSS-PCL и POSS-PCU, подвергнутых воздействию этанола, отбеливателя (SDIC), плазмы, этиленоксида, УФ-излучения, обработки антибиотиками / антибиотиками, гамма-облучения, автоклавирования (только POSS-PCU) , и нестерилизованные контроли для каждого метода стерилизации представлены в таблице 1.Никакой существенной разницы в удлинении при разрыве, модуле Юнга или максимальном напряжении между любыми из образцов POSS-PCU не наблюдалось. Предел прочности при растяжении для POSS-PCL увеличился с 0,56 ± 0,08 МПа в контрольных образцах до 1,71 ± 0,19 МПа после обработки газом этиленоксидом, до 1,45 ± 0,04 после УФ-облучения и до 1,17 ± 0,15 после гамма-облучения (р <0,05). Это увеличение растягивающего напряжения POSS-PCL, обработанного оксидом этилена, трансформировалось в модуль Юнга, который также был значительно увеличен по сравнению с контролем (0.40 ± 0,11 против 0,18 ± 0,0, р <0,05). По сравнению с контрольным POSS-PCL, УФ-излученный POSS-PCL и этанол имели значительно меньшее удлинение при разрыве (p <0,05).

Контроль Гамма MPMS MPOSS 0,09 9022 POSS- 0,0917890 178 9022 (мм) POSS

Метод стерилизации

3 Контроль

Оксид этилена

УФ

Антибиотик / антимикотик

Плазма

Автоклавирование

0.18 ± 0,0

0,29 ± 0,02

0,20 ± 0,02

0,32 ± 0,04

0,40 ± 0,11

0,35 ± 0,02

0,25 ± 0,03

0,30 ± 0,05

Н / Д

0,55 ± 0,04

0,57 ± 0,02

0,56 ± 0,02

0,56 ± 0,04

0,55 ± 0,02

0,53 ± 0,01

0,55 ± 0,03

0,54 Напряжение (МПа)

POSS-PCL

0.56 ± 0,08

0,61 ± 0,10

0,31 ± 0,11

1,17 ± 0,15

1,71 ± 0,19

1,45 ± 0,04

1,10 ± 0,14

0,80 ± 0,26

N / A

0,83 ± 0,03

0,82 ± 0,06

0,85 ± 0,03

0,83 ± 0,01

0,84 ± 0,01

0,83 ± 0,01

0,81 ± 0,12

0,83 ± 0,02

17 0,82 удлинн. при разрыве (%)

POSS-PCL

589.6 ± 26,2

549,7 ± 68

293,0 ± 61

462,2 ± 16

471,6 ± 39

387,5 ± 22

469,5 ± 11

500,1 ± 30

Н / Д

0 POSS

283,3 ± 9,57

273,6 ± 10,01

279,2 ± 1,74

288,0 ± 3,05

288,6 ± 1,46

269,3 ± 8,55

273,8 ± 9,01

POSS-PCL

2.0 ± 0

1,43 ± 0,15

1,525 ± 0,13

1,6 ± 0,22

1,2 ± 0,25

1,38 ± 0,05

1,55 ± 0,17

2,433 ± 0,12

N / A

0,75 ± 0,04

0,77 ± 0,02

0,84 ± 0,02

0,77 ± 0,05

0,76 ± 0,02

0,77 ± 0,02

0,75 ± 0,03

0,76 ± 0,02

0,74

3.1.3. Измерения угла контакта с водой

Разница в гидрофильности поверхности образцов POSS-PCL и POSS-PCU после каждого метода стерилизации оценивалась путем измерения угла контакта с водой (рис. 1). Образцы POSS-PCL и POSS-PCU, обработанные плазмой, имели статистически значимые более низкие углы смачивания по сравнению с необработанными контролями и другими методами стерилизации (p <0,001). Обработка этанолом POSS-PCL была связана со значительным уменьшением углов смачивания по сравнению с контролем (p <0.05). Среди обработанных образцов POSS-PCU УФ-излучение было связано со статистически значимым уменьшением измерения угла смачивания по сравнению с контролями (p <0,05).

3.1.4. Инфракрасная спектроскопия с преобразованием Фурье с ослабленным полным отражением (ATR-FTIR)
На рис. 2 показано распределение пиков в FTIR-спектрах нестерилизованных контрольных образцов POSS-PCL и POSS-PCU, а также POSS-PCL и POSS-PCU после различных методов стерилизации. Обработка отбеливателем (SDIC) привела к небольшому уменьшению пиков при 1634 см, ^–1 и 1557 см, ^–1 и увеличению пика при 1520 см, ^–1.На спектры POSS-PCL FTIR другие методы стерилизации существенно не повлияли. На спектры FTIR образцов POSS-PCU не повлияли различные методы стерилизации.

(a) FTIR-спектры POSS-PCL
(b) FTIR-спектры POSS-PCU
(a) FTIR-спектры POSS-PCL
(b) FTIR-спектры POSS-PCU
3.1.5. Результаты гельпроникающей хроматографии (GPC)
Результаты гельпроникающей хроматографии (GPC) приведены в таблице 2.Было обнаружено, что необработанный POSS-PCU имел средневесовую молекулярную массу () 91200 г / моль и среднечисловую молекулярную массу () 47700 г / моль, тогда как POSS-PCL имел 361100 и 141000 г / моль. После обработки этанолом, отбеливателем, УФ-излучением и антибиотиками воздействие на любой из образцов было незначительным. Однако только среди образцов POSS-PCL этанол вызвал уменьшение на 21%, в то время как УФ-излучение увеличилось на 10% по сравнению с нестерилизованным POSS-PCL. В автоклавированных образцах POSS-PCU не было обнаружено значительных изменений в распределении молекулярной массы.Однако автоклавированные образцы POSS-PCL показали уменьшение на 52% и уменьшение на 38%. Воздействие гамма-излучения оказало значительное влияние на все образцы. ПОСС-ПКП существенно снизилось на 16%, тогда как увеличилось на 48%. Между тем, гамма-облучение снизило как POSS-PCL, так и POSS-PCL на 68% и 58% соответственно. Окись этилена увеличилась в ПОСС-ПЦУ на 23% и уменьшилась в ПОСС-ПХП на 28%. Одновременно снизился и POSS-PCL на 23% и 31% соответственно. Плазма не оказывала значительного влияния на молекулярно-массовое распределение полимеров POSS-PCU или POSS-PCL.
901 901 г / моль) 9017 9017 9017 901700 9 9017 9017
Метод стерилизации Оксид этилена Гамма Плазма Антибиотик / антимикотик Автоклавирование Масса POSS-PCL 361100 350900 356100 276300 151200 358600 391600 174600 3617609 01
89400 112200 1350 00 90800 92700 88300 93800
Среднечисловой молекулярный вес (Mn) (г / моль) POSS-PCL 141000
13761700 1113008
113300 160800 88100 155300
POSS-PCU 47700 46300 47200 34200 40017 461700 34200 400178
3.1.6. Сканирующая электронная микроскопия (СЭМ)
СЭМ-изображения POSS-PCL и POSS-PCU после различных методов стерилизации показаны на рисунке 3. На поверхности нестерилизованного образца POSS-PCL видны пучки и ямки на поверхности. Такие пучки теряются после использования этанола, антибиотика / антимикотика и гамма-стерилизации с плавлением полимера и нерегулярным преобразованием в более крупные и плоские гребни. Обработка SDIC была связана с заметным увеличением количества ямок, тогда как УФ-облучение было связано с заметным увеличением количества пучков.Оксид этилена ассоциировался с более крупными пучками, тогда как плазменная обработка вызывала более крупные ямки и пучки на поверхности POSS-PCL (рис. 3). Образцы POSS-PCU, как правило, после стерилизации показали небольшие изменения поверхности. Этанол, SDIC, УФ, ЭО и гамма были связаны с увеличением количества пучков. Обработка антибиотиком / антибиотиком, автоклавирование и плазменная стерилизация вызвали минимальные изменения на поверхности POSS-PCU.

3.2. Биосовместимость клеток
3.2.1. AlamarBlue
Результаты анализа жизнеспособности alamarBlue через 1, 3, 7, 10 и 14 дней инкубации представлены на рисунке 4.ADSC, культивированные на образцах POSS-PCU и POSS-PCL, показали сходную метаболическую активность. На 7 и 10 дни POSS-PCL, обработанный плазмой, был связан с самой высокой метаболической активностью ADSC по сравнению с любым другим методом стерилизации (p <0,05). POSS-PCL, стерилизованный этанолом и отбеливателем (SDIC), имел статистически значимо более высокую метаболическую активность ADSC по сравнению с ADSC в отношении гамма-излучения, оксида этилена, УФ-излучения, антибиотика / антимикотика и стерилизованного в автоклаве POSS-PCL. На 14 день были сделаны те же наблюдения.Кроме того, стерилизованный УФ-излучением POSS-PCL имел статистически значимо более высокую метаболическую активность ADSC по сравнению с ADSC для обработанного антибиотиком / антибиотиком и облученного гамма-излучением POSS-PCL (p <0,05). POSS-PCL, стерилизованный отбеливателем (SDIC), имел статистически значимо более высокую метаболическую активность ADSC по сравнению с ADSC для образцов, стерилизованных этанолом (p <0,05). Аналогичные наблюдения были сделаны и среди образцов POSS-PCU. На 7-й и 10-й дни POSS-PCU, обработанный плазмой, был связан с самой высокой метаболической активностью ADSC по сравнению с любым другим методом стерилизации (p <0.05). POSS-PCU, стерилизованный этанолом и отбеливателем, имел статистически значимо более высокую метаболическую активность ADSC по сравнению с ADSC в отношении гамма-излучения, этиленоксида, УФ-излучения, антибиотика / антимикотика и стерилизованного в автоклаве POSS-PCU (p <0,05). Кроме того, образцы, обработанные гамма-, этиленоксидом и УФ-излучением, имели статистически значимо более высокую метаболическую активность ADSC по сравнению с антибиотиком / антимикотиком и обработкой в автоклаве (p <0,05). На 14 день были сделаны те же наблюдения. Кроме того, гамма-облучение было связано со значительно более высокой метаболической активностью ADSC по сравнению с УФ и этиленоксидом (p <0.05).
3.2.2. Иммунофлуоресценция: родамин фаллоидин и DAPI
Конфокальные изображения, полученные с помощью сканирующей лазерной микроскопии, показали, что ADSC развивал различную морфологию при выращивании на разных стерилизованных поверхностях (рис. 5). Клетки, выращенные на стерилизованном отбеливателем POSS-PCL, проявляли более распространенный фенотип по сравнению с клетками, выращенными на поверхностях, подвергнутых другим методам стерилизации, которые демонстрировали более округлый характер. В целом ADSC на POSS-PCL имел более круглую морфологию по сравнению с ADSC на поверхностях POSS-PCU.Измерения округлости с помощью программного обеспечения Image J показали, что ADSC, выращенные на стерилизованном отбеливателем POSS-PCL, имели значительно меньшую круговую морфологию по сравнению с ADSC на этаноле, оксиде этилена, гамма-диапазоне, антибиотике / антибиотике и плазме (p <0,05), но не на стерилизованном УФ-излучением POSS. -PCL (Рисунок 5 (а)). Статистически значимой разницы между морфологией ADSC в образцах POSS-PCU не было (рис. 5 (b)).

(a) Изображения с помощью конфокального микроскопа окрашенных родамином фаллоидином и DAPI стволовых клеток, полученных из жировой ткани (ADSC), культивированных на поверхностях POSS-PCL и POSS-PCU в течение 24 часов после различных методов стерилизации
(b) Количественная оценка округлости культивированные стволовые клетки, полученные из жировой ткани (ADSC), высеянные на поверхности POSS-PCL и POSS-PCU в течение 24 часов после различных методов стерилизации
(a) Изображения под конфокальным микроскопом для окрашенных родамином фаллоидина и DAPI стволовых клеток, полученных из жировой ткани (ADSC), культивированных на POSS -Поверхности PCL и POSS-PCU в течение 24 часов после различных методов стерилизации .